缝隙连接是由细胞膜间一对中空的连接子（connexon），即两个半通道构成的连接两侧胞质的水相通道，这种水相通道是细胞间实现直接胞间通讯（gap junctional intercellular communication，GJIC） 的结构基础。在神经组织中，神经元间化学传递是细胞间通讯的主导形式，神经胶质细胞间GJIC 则普遍存在。近一二十年来，GJIC 在高等动物神经系统中不少脑区相继被揭示，对神经系统一些GJIC 相关生理和病理机制的研究日渐受到重视。

    迄今为止，科学家已经在鼠和人体内分别发现了20和21种编码连接蛋白的基因（Cx）^[1]，并且，在脊椎动物稚嫩以及成熟的器官中这些基因大量存在，但在spermatocytes、红细胞、血小板以及发育成熟的骨骼肌细胞内含量甚少^[2]。一般说来，GJ允许小于1000Da的小分子被动扩散，如氨基酸、葡萄糖、维生素、离子以及cAMP等第二信使通过。另外，GJ的组装、解体还受磷酸化过程的影响^[3]。

 

1 神经元间的GJ

 

早期对于GJ的研究主要集中在crayfish的巨大动力学突触、猫和鼠的中脑核以及橄榄核的单细  胞^[4]。最近，电生理、电子显微镜和冰冻断裂术等形态学研究方法的实验表明，在成年哺乳动物CNS的神经元间存在GJ。GJ的滤过能力较强，它可通过同步化神经元的活动使神经元的活动增强^[5，7]，这可能与认知、记忆以及学习等过程相关。尽管化学突触的兴奋性以及抑制性活动足以使神经元的活动同步化，但在GJ存在的情况下，这种同步化的精度和效能增强^[5]。原因可能为，GJ的直径较大（16–20 Å），不仅允许离子（主要是K⁺）通过，还能使IP₃和cAMP等第二信使通过^[6]。另外，在金鱼的听觉传出神经元和mauthner cell间还发现了混合性突触（即兼有化学性突触和电突触的功能），哺乳动物不同脑区的同一混合型突触可进行化学性以及电冲动的传递^[8，9]。

在组成GJ的CX中，CX36是第一个在鼠神经元中发现的连接蛋白独特型，最近应用基因敲除的实验表明，神经元细胞内还存在CX45^[10.11]和CX57^[12]，另外，PX1和PX2被认为是组成海马初级神经元电突触的成分^[13]。下面，我们对不同部位神经元间的GJ逐一进行介绍。

1.1 橄榄状细胞和小脑之间的GJ

体外杂交和免疫荧光的证据均表明，大鼠和小鼠的橄榄细胞的树突存在Cx36基因的转录子和CX36。敲除小鼠的Cx36基因（表示为Cx36^–/–），并植入lacZ基因标记，这些小鼠树突－树突间缺乏GJ复合体^[14，16]，表明，Cx36基因参与GJ的形成。

    Cx36^–/–小鼠的运动协调能力、运动能力和行为与对照组无差别^[15]，橄榄－小脑复合体的阈下振荡消失，但并未影响橄榄－小脑复合体复合峰的同步化以及哈马林振荡的同步化活动，这可能与小脑深层核团间的回路有关^[12]。

    用慢病毒亚科向量系统感染发育早期的Cx36^–/–小鼠，发现成年大鼠表达显性负相CX36蛋白的部位被慢病毒包围，并且Cx36调节的GJ功能减弱。表明，Cx36组成的GJ可调节神经元活动的精确性，使其提高10－20ms^[17]，这对CNS信息传递有重要意义。

    CX36主要存在于小脑深层核团的中间神经  元^[14]，而CX45主要存在于成年小鼠小脑分子层的篮状细胞和星状细胞^[10]。最近研究表明，在缺乏钙视网膜蛋白以及钙结合蛋白的应激小鼠体内应用GJ阻断剂甘珀酸可产生160hz的波动，CX36和CX45可能参与这一现象^[18]，但至于其具体机制还有待于进一步探究。

1.2 海马神经元间的GJ

    海马是边缘系统的主要组成成分，在工作记忆以及短期记忆中起很重要的作用^[46，47]。研究表明，海马神经元间的GJ的活动可产生或同步化神经元的电生理活动，并通过这些电生理活动影响机体的行为状态 ^[13，21]。

    单细胞RT-PCR实验表明，CX36调节海马中间神经元间的电信号传递。Cx36^–/–小鼠树突－树突GJ缺失，并且，在体和离体^[22]的实验均表明，这种小鼠的γ－频率网络型电振荡受到影响，但其对高频率振荡的频率和节律影响较小。根据实验数据建立的数学模型，海马中间神经元间GABA的传入可影响γ－频率网络型电振荡，虽然对Cx36^–/–小鼠的行为影响较小，但Cx36^–/–小鼠对过去与现在的认知模糊^[15]。

    CX45广泛存在于产生N-乙酰神经氨酸的CNS神经元^[2]，并且以高动力学时间空间模式表达于海马A3区域^[14]。体外原位杂交实验表明，CX45转录子在神经元发育以及凋亡过程中表达，并参与振荡活动的同步化以及维持内环境的稳态和神经元的存活^[23]。

    基于海马神经元电生理活动的数据电脑模拟发现，除树突－树突GJ外，在海马锥细胞距离胞体100μm的轴突处至少存在一种或两种GJ^[30]。并且这些GJ在高频率振荡的调节中起很重要的作用。

    研究表明，γ－频率振荡除受海马中间神经元以及锥细胞兴奋性以及抑制性神经递质调节外，还受轴突－轴突GJ的影响。因此，敲除小鼠的Cx36，可破坏了中间神经元树突－树突GJ，并影响γ－频率振荡的同步活动和总强度。但CX45敲除对小鼠γ－频率振荡的影响还不清楚，有待于研究。

1.3 大脑皮层的GJ

     在成年大鼠新皮层，直接的GJ在大鼠青春  期^[67]明显减少，并且在成年大鼠也仅局限于皮层的特定区域。并且，在新皮层分管躯体感觉、听觉和视觉区域的同亚型的GABA能中间神经元间存在大量的树突－树突和树突－胞体GJ，但兴奋性神经元的GJ不易确定^[4]。

     药理学研究表明，中间神经元的节律性振荡和同步化振荡的产生需要兴奋性冲动、抑制性冲动以及GJ的参与。这些振荡可以在200μm的区域内传递，提示一个中间神经元至少与周围20-40个中间神经元以GJ相连^[5]。

    靶向裂段小鼠的Cx36，激动剂诱导的同亚型中间神经元间的阈上和阈下振荡的同步化活动紊乱^[24]，这种现象同样发生在皮层4层的低阈棘细胞。皮层4层的低阈棘细胞通常通过抑制性化学突触连接，但同亚型的低阈棘细胞间仅有GJ相连^[5]。电突触可促进不同频率上棘波的同步化。另外，皮层2层和3层多极细胞的节律性θ波产生需要GABA能神经传递和CX36调节的GJ的参与^[24]，但棘细胞电活动的节律性并不受CX36的影响，其主要受CX45 调节^[5]。但在其他脑层GJ的性质还有待于进一步研究。

1.4 丘脑的GJ

    丘脑网状核（The thalamic reticular nucleus，TRN）由GABA能神经元组成，他能抑制周围丘脑核中间神经元的活动。TRN接受丘脑－皮层系统兴奋性突触的信息，并调节丘脑－皮层系统以及前脑的活动及其节律性活动。同步记录不同TRN神经元活动的实验表明，TRN神经元间存在树突－树突GJ^[4]，并且，科学家在TRN神经元中也发现了Cx36 mRNA^[37]和CX36蛋白。利用基因敲除技术的实验表明，Cx36可调节TRN神经元的同步化^[4，26]。

    高分辨分析小鼠大脑皮层和丘脑CX36免疫活性的实验表明，在大脑皮层和丘脑神经元的树突存在CX36蛋白，但并没有观察到与之相关的GJ。但由CX45蛋白组成的GJ在丘脑以及大脑皮层的神经元大量存在。并且这种GJ仅允许低振幅棘波（2–7 mV）通过，在调节神经元的活动中起很重要的作用^[25]。

1.5  视网膜神经元间的GJ

    GJ存在于脊椎动物近50种视网膜神经元细胞，包括球状和杆状光感受器、杆状双极细胞、On或Off锥体双极细胞、无长突细胞细胞的亚型以及On或Off神经节细胞。

    CX36是第二次减数分裂后无长突细胞、杆状光感受器以及Off锥体双极细胞^[28，29]树突上发现的第一个连接蛋白。并且，在On锥体双极细胞、第二次减数分裂后无长突细胞^[28]以及大鼠α－视网膜神经节细胞^[29]异源性GJ中也探测到CX36的免疫活性。然而，在小鼠的杆状光感受器和水平细胞并未发现CX36的表达^[18]。与CX36不同的是，CX45存在于On或Off锥体双极细胞、无长突细胞和双纹神经节细胞。但并不表达于第二次减数分裂后无长突细胞^[28]。

    新近关于CX36和CX45在视网膜神经元GJ中的作用主要集中在光感受器偶连和不同光照条件下的信（号）噪（声）比以及不同类型视网膜神经元的信号传递。这里不详述。

 

2 神经胶质细胞GJ

 

胶质细胞GJ 的研究工作主要是在星形胶质细胞上进行的^[31]。培养的星形胶质细胞双电极记录和脑切片免疫组化研究结果表明，胶质细胞间存在广泛的GJ，这些细胞间低阻通道把众多的胶质细胞连接成合胞体结构，对缓冲神经元外部K⁺ 浓度起着重要作用。星形胶质细胞间的偶联电导估计在10nS 左右。对大鼠海马脑片星形胶质细胞注射小分子染料发现，与神经元间偶联情况不同，在海马不同分区注射所观察到的染料偶联都不存在边界，在使用佛波脂激动磷酸激酶时偶联有一定程度的减少。在培养的胶质细胞和海马离体脑片上发现，GJ 还介导了施加谷氨酸时在胶质细胞上传播的Ca²⁺ 波。向胶质细胞内直接注射去极化电流、提高胞外K⁺ 浓度或用谷氨酸、海人酸、软骨藻酸激动亲离子型谷氨酸受体，都可导致胶质细胞间的偶联增加。在纹状体星形胶质细胞，激动肾上腺素α₁ 型受体导致偶联降低，而β₁ 受体激活时偶联增加^[32]。GJ 也参与脑中星形胶质细胞的发育。这些结果提示，同神经元GJ 一样，胶质细胞间的偶联是动态变化的。一般说来，在成体动物的神经系统中，GJ 只出现在属于同一类型的细胞间，但有人在神经细胞和胶质细胞混合培养制备上发现，离体培养的大鼠前脑神经细胞和星形胶质细胞间也存在GJ，尚不能确证在动物神经组织是否也有这种生理性的GJ 存在。

 

3 结语

 

已经知道，GJIC在胚胎发育早期和一些非神经组织，如肝脏、腺体、心肌、平滑肌细胞的机体功能实现中起着重要作用。比较而言，神经组织中GJ 研究起步较晚，我们对GJ 介导的细胞间小分子代谢物偶联在神经系统生理机能中的作用尚缺乏认识，也远未搞清在神经发育和正常生理活动中GJ 是如何同化学突触相互作用的，这些问题的解决必将加深和完善已有的对脑中信息处理过程的理解。另一方面，临床实践发现：GJ 在神经发育中的异常表达可导致一些发育缺陷，GJ 可能参与了癫痫的形成和脑缺血损伤的反应，脑肿瘤细胞间GJ IC 普遍丧失。相应病理生理机制的研究无疑是艰巨而有意义的工作。GJ 在神经发育中作用的研究有望在不久的将来取得突破。

 

参 考 文 献

 

1.          Söhl G，Willecke K. An update on connexin genes and their nomenclature in mouse and man. Cell Commun Adhes. 2003，10: 173–180

2.          Söhl G，et al. New insights into the expression and function of neural connexins with transgenic mouse mutant. Brain Res Rev. 2004，47: 245–259

3.          Lampe P D，Lau A F. The effects of connexin phosphorylation on gap junctional communication. Int J Biochem. Cell Biol. 2004，36: 1171–1186

4.          Connors BW，Long MA. Electrical synapses in the mammalian brain. Annu. Rev. Neurosci. 2004，27: 393–418

5.          Hormuzdi SG，et al. Electrical synapses: a dynamic signaling system that shapes the activity of neuronal networks. Biochim Biophys Acta. 2004，1662: 113–137

6.          Bennett MV，Zukin RS. Electrical coupling and neuronal synchronization in the mammalian brain. Neuron. 2004，41: 495–511

7.          Gibson JR，Beierlein M，Connors BW. Functional properties of electrical synapses between inhibitory interneurons of neocortical layer 4. J. Neurophysiol. 2005，93: 467–480

8.          Smith M，Pereda AE. Chemical synaptic activity modulates nearby electrical synapses. Proc Natl Acad Sci USA. 2003，100: 4849–4854

9.          Pereda AE，et al. Dynamics of electrical transmission at club endings on the Mauthner cells. Brain Res Rev. 2004，47: 227–244

10.       Maxeiner S，et al. Spatiotemporal transcription of connexin45 during brain development results in neuronal expression in adult mice. Neuroscience. 2003，119: 689–700

11.       Maxeiner S，et al. Deletion of connexin45 in mouse retinal neurons disrupts rod/cone signaling pathway between AII amacrine and ON cone bipolar cells and leads to impaired visual transmission. J Neurosci. 2005，25: 566–576

12.       Hombach S，et al. Functional expression of connexin57 in horizontal cells of the mouse retina. Eur J Neurosci. 2004，19: 2633–2640

13.       Bruzzone R，et al. a family of gap junction proteins expressed in brain. Proc. Natl Acad Sci USA. 2003，100: 13644–13649

14.       Degen J，et al. Expression pattern of lacZ reporter gene representing connexin36 in transgenic mice. J Comp Neurol. 2004，473: 511–525

15.       Frisch C，et al. Memory impairment but no changes in brain cholinergic and monoaminergic levels after deletion of the neuronal gap junction protein connexin36 in mice. Behav Brain Res. 2005，157: 177–185

16.       De Zeeuw CI，et al. Deformation of network connectivity in the inferior olive of connexin 36-deficient mice is compensated by morphological and electrophysiological changes at the single neuron level. J Neurosci. 2003，23: 4700–4711

17.       Placantonakis DG，et al. Fundamental role of inferior olive connexin 36 in muscle coherence during tremor. Proc. Natl Acad Sci USA. 2004，101: 7164–7169

18.       Cheron G，et al. Inactivation of calcium-binding protein genes induces 160 Hz oscillations in the cerebellar cortex of alert mice. J Neurosci. 2003，24: 434–441

19.       Suzuki WA. Episodic memory signals in the rat hippocampus. Neuron. 2003，40: 1055–1056

20.       Dash PK，Hebert AE，Runyan JD. A unified theory for systems and cellular memory consolidation. Brain Res Rev. 2004，45: 30–37

21.       Buzsaki G，et al. Hippocampal network patterns of activity in the mouse. Neurosci. 2003，116:  201–211

22.       Buhl DL，et al. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 2003，23: 1013–1018

23.       Condorelli DF，et al. Cellular expression of connexins in the rat brain: neuronal localization，effects of kainate-induced seizures and expression in apoptotic neuronal cells. Eur J Neurosci. 2003，18: 1807–1827

24.       Blatow M，et al. A novel network of multipolar bursting interneurons generates theta frequency oscillations in neocortex. Neuron. 2003，38: 805–817

25.       Liu XB，Jones EG. Fine structural localization of connexin-36 immunoreactivity in mouse cerebral cortex and thalamus. J Comp Neurol. 2003，466: 457–467

26.       Long MA，Landisman CE，Connors BW. Small clusters of electrically coupled neurons generate synchronous rhythms in the thalamic reticular nucleus. J Neurosci. 2004，24: 341–349

27.       Lee EJ，et al. The immunocytochemical localization of connexin 36 at rod and cone gap junctions in the guinea pig retina. Eur J Neurosci. 2003，18: 2925–2934

28.       Feigenspan A，et al. Expression of connexin36 in cone pedicles and OFF-cone bipolar cells of the mouse retina. J Neurosci. 2004，24: 3325–3334

29.       Hidaka S，Akahori Y，Kurosawa Y. Dendrodendritic electrical synapses between mammalian retinal ganglion cells. J Neurosci. 2004，24: 10553–10567

30.       Traub RD，et al. Cellular mechanisms of neuronal population oscillations in the hippocampus in vitro. Annu Rev Neurosci. 2004，27: 247–278

31.       Söhl G，et al. New insights into the expression and function of neural connexins with transgenic mouse mutant. Brain Res Rev. 2004，47: 245–259

32.       Nagy JI，et al. Update on connexins and gap junctions in neurons and glia in the mammalian nervous system. Brain Res Rev. 2004，47: 191–215